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Malay - Objetivo de la tinción especial:
- Demostrar mucopolisacáridos tanto ácidos como neutros en muestras de tejido.
- Aplicaciones de diagnóstico:
- Esófago de Barrett, mesotelioma, aterosclerosis
- Material suministrado para las encuestas:
- Bloque compuesto de tejido gástrico y colónico cortado a 3 µm
- Control recomendado:
- Muestras que contienen mucinas neutras y ácidas: tejidos del tracto gastrointestinal
Método PAS del Azul Alcián
Reactivo – origen comercial desconocido, a menos que se especifique:
| 1. Solución de amilasa 0.5% | |
| a) α-amilasa | 0,5 gramos |
| b) Agua destilada | 100 ml |
| Disuelva la enzima en el agua agitando suavemente. Prepárela fresca (puede reutilizarse a lo largo del día). Utilice α-amilasa Sigma tipo VI-B de páncreas porcino o α-amilasa de Bacillus subtilis (preparación comercial – MP Biomedicals). |
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| 2. Azul Alcian pH 2,5 – *Nota: siempre añadir ácido al agua* | |
| a) Azul Alcián | 1,0 gramos |
| b) Agua destilada | 97 ml |
| c) Ácido acético glacial | 3 ml |
| Disuelva el colorante en agua destilada, añada el ácido y mezcle bien. Filtre el contenido en la botella de reactivo y fíltrela antes de usar. Alternativamente, utilice un reactivo preparado comercialmente (preparación comercial – Point of Care Diagnostics – POCD): Azul alcián 1% en ácido acético 3% pH 2,5. |
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| 3. Ácido peryódico 1.0% | |
| a) Solución de ácido periódico 50% | 10 ml |
| b) Agua destilada | 500 ml |
| Conservar refrigerado. | |
| 4. Reactivo de Schiff (preparación comercial – Australian Biostain) | |
| Conservar refrigerado. Por favor, revise la fecha de caducidad antes de usar. |
| 5. Hematoxilina |
| 6. Alcohol ácido |
| 7. El agua del grifo de Scott |
Método:
*Se puede utilizar un pretratamiento con diastasa para eliminar la presencia de glucógeno, antes de la tinción con azul alcián*
Método si se utiliza Diastasa con Azul Alcian:
- Secciones de Bing con agua destilada.
- Tratar las secciones con solución de amilasa durante 20 minutos.
- Lavar bien con agua corriente del grifo durante 5 minutos.
- Continuar con Azul Alcian PAS.
Método de tinción con azul alcián:
- Desparafinar las secciones y ponerlas en agua.
- Teñir los portaobjetos con azul alcián durante 15 minutos.
- Lavar bien con agua corriente del grifo durante 2 minutos.
- Enjuagar con agua destilada.
- Oxidar en ácido periódico 1% durante 5 minutos.
- Lavar con agua destilada.
- Tratar con reactivo de Schiff durante 10 minutos.
- Lavar con agua corriente del grifo durante 5 minutos.
- Contrateñir con hematoxilina durante 1 minuto.
- Lavar bien con agua corriente del grifo.
- Diferenciar con alcohol ácido durante 3 – 5 segundos.
- Lavar con agua.
- Núcleos azules en el agua del grifo de Scott.
- Lavar con agua.
- Deshidratar, aclarar y montar.
Resultados:
Mucinas ácidas – azul
Mucinas neutras – magenta
Mezclas de los anteriores – azul/violeta
Núcleos – azul profundo
*Si se utilizó diastasa para eliminar el glucógeno, éste permanecerá sin teñir en ABPAS + diastasa.*
Descargo de responsabilidad:
Estos métodos se ofrecen únicamente como guía. Los laboratorios que deseen implementar estos métodos deben realizar una validación interna antes de su uso. El RCPAQAP no realiza ninguna afirmación ni otorga garantía alguna sobre la precisión o el rendimiento de estos métodos.
Referencias
Estudio técnico general RCPAQAP 2020 3.
Russel B Myers, Jerry L Fredenburgh y William E Grizzle. Teoría y práctica de las técnicas histológicas. John D. Bancroft; Marilyn Gamble. 6El edición. Nueva York, NY: Churchill Livingstone; 2008:172-174.
McManus JFA, Mowry RW. Efectos de la fijación en la histoquímica de carbohidratos. Revista de histoquímica y citoquímica. 1958;6(5):309-316.