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Malay - Objectif de la teinture spéciale :
- Démontrer la présence de mucopolysaccharides acides et neutres dans des échantillons de tissus
- Applications diagnostiques :
- Œsophage de Barrett, mésothéliome, athérosclérose
- Matériel fourni pour les relevés :
- Bloc composite de tissu gastrique et colique coupé à 3 µm
- Contrôle recommandé :
- Échantillons contenant des mucines neutres et acides – tissus du tractus gastro-intestinal
Méthode PAS au bleu alcian
Réactif – source commerciale inconnue, sauf indication contraire :
| 1. Solution d'amylase 0,5% | |
| a) α-amylase | 0,5 g |
| b) Eau distillée | 100 ml |
| Dissoudre l'enzyme dans l'eau en agitant doucement. Préparer frais (peut être réutilisé tout au long de la journée). Utilisez soit l’α-amylase Sigma de type VI-B provenant du pancréas porcin, soit l’α-amylase provenant de Bacillus subtilis (préparation commerciale – MP Biomedicals). |
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| 2. Bleu alcian pH 2,5 – *Remarque : ajoutez toujours de l’acide à l’eau* | |
| a) Bleu Alcian | 1,0 g |
| b) Eau distillée | 97 ml |
| c) Acide acétique glacial | 3 ml |
| Dissoudre le colorant dans l'eau distillée, ajouter l'acide et bien mélanger. Filtrer dans le flacon de réactif et filtrer avant utilisation. Vous pouvez également utiliser un réactif préparé commercialement (préparation commerciale – Point of Care Diagnostics – POCD) – 1% Alcian Blue dans 3% Acetic Acid pH 2,5. |
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| 3. Acide périodique 1.0% | |
| a) Solution d'acide périodique 50% | 10 ml |
| b) Eau distillée | 500 ml |
| Conserver au réfrigérateur. | |
| 4. Réactif de Schiff (préparation commerciale – Australian Biostain) | |
| À conserver au réfrigérateur. Veuillez vérifier la date de péremption avant utilisation. |
| 5. Hématoxyline |
| 6. Acide alcool |
| 7. L'eau du robinet de Scott |
Méthode:
*Un prétraitement à la diastase peut être utilisé pour éliminer la présence de glycogène, avant la coloration au bleu Alcian*
Méthode si la diastase est utilisée avec le bleu alcian :
- Sections Bing à l'eau distillée.
- Traiter les sections avec une solution d’amylase pendant 20 minutes.
- Bien laver à l'eau courante pendant 5 minutes.
- Continuer avec Alcian Blue PAS.
Méthode de coloration au bleu alcian :
- Déparaffiner les sections et les porter à l'eau.
- Colorer les lames avec du bleu Alcian pendant 15 minutes.
- Bien laver à l'eau courante pendant 2 minutes.
- Rincer à l'eau distillée.
- Oxyder dans l'acide périodique 1% pendant 5 minutes.
- Laver à l'eau distillée.
- Traiter avec le réactif de Schiff pendant 10 minutes.
- Laver à l'eau courante du robinet pendant 5 minutes.
- Contre-coloration à l'hématoxyline pendant 1 minute.
- Bien laver à l'eau courante du robinet.
- Différencier avec de l'alcool acide pendant 3 à 5 secondes.
- Laver à l'eau.
- Noyaux bleus dans l'eau du robinet de Scott.
- Laver à l'eau.
- Déshydrater, clarifier et monter.
Résultats:
Mucines acides – bleu
Mucines neutres – magenta
Mélanges des couleurs ci-dessus – bleu/violet
Noyaux – bleu profond
* Si la diastase a été utilisée pour éliminer le glycogène, le glycogène restera non coloré dans ABPAS + Diastase.*
Clause de non-responsabilité:
Ces méthodes sont fournies à titre indicatif uniquement. Les laboratoires qui souhaitent mettre en œuvre ces méthodes doivent procéder à une validation interne avant utilisation. Le RCPAQAP ne fait aucune déclaration ni ne donne aucune garantie quant à l'exactitude ou aux performances de ces méthodes.
Références
Enquête technique générale 2020 du RCPAQAP 3.
Russel B Myers, Jerry L Fredenburgh et William E Grizzle. Théorie et pratique des techniques histologiques. John D Bancroft; Marilyn Gamble. 6ème édition. New York, NY : Churchill Livingstone ; 2008 : 172-174.
McManus JFA, Mowry RW. Effets de la fixation sur l'histochimie des glucides. Journal d'histochimie et de cytochimie. 1958;6(5):309-316.